Règlement32015R1833
Règlement d'exécution (UE) 2015/1833 de la Commission du 12 octobre 2015 modifiant le règlement (CEE) n° 2568/91 relatif aux caractéristiques des huiles d'olive et des huiles de grignons d'olive ainsi qu'aux méthodes d'analyse y afférentes
| CELEX | 32015R1833 |
| Type | Règlement |
| Date | lundi 12 octobre 2015 |
Résumé IA
Ce règlement d'exécution met à jour les méthodes d'analyse et les caractéristiques physico-chimiques des huiles d'olive et de grignons d'olive, en modifiant le règlement de base (CEE) n° 2568/91. Il vise à améliorer la détection des fraudes et à garantir la pureté et la qualité des huiles commercialisées dans l'Union européenne, en intégrant de nouvelles techniques analytiques. Pour un professionnel du droit français, ce texte est essentiel pour contrôler la conformité des produits aux normes européennes lors des contrôles de commercialisation et de répression des fraudes.
Texte intégral
| 13.10.2015 | FR | Journal officiel de l'Union européenne | L 266/29 |
RÈGLEMENT D'EXÉCUTION (UE) 2015/1833 DE LA COMMISSION
du 12 octobre 2015
modifiant le règlement (CEE) no 2568/91 relatif aux caractéristiques des huiles d'olive et des huiles de grignons d'olive ainsi qu'aux méthodes d'analyse y afférentes
LA COMMISSION EUROPÉENNE,
vu le traité sur le fonctionnement de l'Union européenne,
vu le règlement (UE) no 1308/2013 du Parlement européen et du Conseil du 17 décembre 2013 portant organisation commune des marchés des produits agricoles et abrogeant les règlements (CEE) no 922/72, (CEE) no 234/79, (CE) no 1037/2001 et (CE) no 1234/2007 du Conseil (1), et notamment son article 91, premier alinéa, point d) et deuxième alinéa,
considérant ce qui suit:
| (1) | Le règlement (CEE) no 2568/91 de la Commission (2) définit les caractéristiques physico-chimiques et organoleptiques des huiles d'olive et des huiles de grignons d'olive ainsi que les méthodes permettant d'évaluer ces caractéristiques. Ces méthodes sont régulièrement actualisées suivant l'avis des experts chimistes et conformément aux travaux réalisés dans le cadre du Conseil oléicole international (COI). |
| (2) | Afin de garantir la mise en œuvre, dans l'Union, des normes internationales les plus récentes établies par le COI, il y a lieu de mettre à jour certaines méthodes d'analyse présentées dans le règlement (CEE) no 2568/91. |
| (3) | À la lumière de l'expérience acquise, il apparaît que la méthode de détection d'huiles végétales étrangères dans les huiles d'olive peut entraîner des faux résultats positifs. Il convient dès lors de supprimer les références à cette méthode. |
| (4) | Il y a donc lieu de modifier le règlement (CEE) no 2568/91 en conséquence. |
| (5) | Les mesures prévues au présent règlement sont conformes à l'avis du comité de gestion de l'organisation commune des marchés agricoles, |
A ADOPTÉ LE PRÉSENT RÈGLEMENT:
Article premier
Le règlement (CEE) no 2568/91 est modifié comme suit:
| 1) | L'article 2, paragraphe 1, est modifié comme suit:
|
| 2) | Le sommaire des annexes est modifié comme suit:
|
| 3) | L'appendice 1 de l'annexe I ter est modifié conformément à l'annexe I du présent règlement; |
| 4) | L'annexe V est modifiée conformément à l'annexe II du présent règlement; |
| 5) | L'annexe IX est remplacée par le texte figurant à l'annexe III du présent règlement; |
| 6) | Les annexes X «A» et X «B» sont remplacées par le texte figurant à l'annexe IV du présent règlement; |
| 7) | L'annexe XII est modifiée conformément à l'annexe V du présent règlement; |
| 8) | L'annexe XIX est modifiée conformément à l'annexe VI du présent règlement; |
| 9) | L'annexe XX bis est supprimée. |
Article 2
Le présent règlement entre en vigueur le troisième jour suivant celui de sa publication au Journal officiel de l'Union européenne.
Le présent règlement est obligatoire dans tous ses éléments et directement applicable dans tout État membre.
Fait à Bruxelles, le 12 octobre 2015.
Par la Commission
Le président
Jean-Claude JUNCKER
(1) JO L 347 du 20.12.2013, p. 671.
(2) Règlement (CEE) no 2568/91 de la Commission du 11 juillet 1991 relatif aux caractéristiques des huiles d'olive et des huiles de grignons d'olive ainsi qu'aux méthodes y afférentes (JO L 248 du 5.9.1991, p. 1).
ANNEXE I
À l'appendice 1 de l'annexe I ter du règlement (CEE) no 2568/91, le tableau de correspondance est modifié comme suit:
| 1) | les lignes relatives aux isomères trans des acides gras et à la teneur en acides gras sont remplacées par le texte suivant:
|
| 2) | la ligne relative aux alcools aliphatiques est remplacée par le texte suivant:
|
ANNEXE II
À l'annexe V du règlement (CEE) no 2568/91, le point 6.2 est remplacé par le texte suivant:
| «6.2. | Calculer le pourcentage de chaque stérol à partir du rapport entre l'aire du pic correspondant et la somme des aires des pics des stérols: où:
|
ANNEXE III
«ANNEXE IX
ANALYSE SPECTROPHOTOMÉTRIQUE DANS L'ULTRAVIOLET
AVANT-PROPOS
L'analyse spectrophotométrique dans l'ultraviolet peut fournir des indications sur la qualité d'une matière grasse, sur son état de conservation et sur les modifications subies du fait de processus technologiques. L'absorption aux longueurs d'onde spécifiées dans la méthode est due à la présence de systèmes de diènes et triènes conjugués résultant de processus d'oxydation et/ou de pratiques de raffinage. Les valeurs de cette absorption sont exprimées comme l'extinction spécifique
1. CHAMP D'APPLICATION
La présente annexe décrit la procédure à suivre pour réaliser une analyse spectrophotométrique dans le domaine de l'ultraviolet de l'huile d'olive.
2. PRINCIPE DE LA MÉTHODE
Un échantillon est dissous dans le solvant requis, puis l'absorbance de la solution est mesurée aux longueurs d'onde spécifiées, par rapport au solvant pur.
Les valeurs de l'extinction spécifique à 232 nm et à 268 nm dans de l'iso-octane ou à 232 nm et 270 nm dans du cyclohexane sont calculées pour une concentration de 1 % m/v dans une cuve de 10 mm.
3. APPAREILLAGE
3.1. Spectrophotomètre permettant d'effectuer des mesures à des longueurs d'onde UV (220 nm à 360 nm), avec capacité de lecture nanométrique. Un contrôle régulier est recommandé pour la précision et la reproductibilité des échelles des longueurs d'onde et d'absorbance ainsi que pour la lumière parasite.
3.1.1. Échelle des longueurs d'onde: ce contrôle peut être réalisé à l'aide d'un matériau de référence consistant en un filtre de verre optique contenant de l'oxyde d'holmium ou une solution d'oxyde d'holmium (scellée ou non), qui possède des bandes d'absorption distinctes. Ces matériaux de référence sont destinés à la vérification et à l'étalonnage de l'échelle des longueurs d'onde des spectrophotomètres UV-visible dont la largeur de bande spectrale nominale est inférieure ou égale à 5 nm. Les mesures sont effectuées en comparaison avec un blanc à l'air, sur la plage de longueurs d'onde comprise entre 640 et 240 nm, selon les instructions qui accompagnent les matériaux de référence. Une correction des valeurs de base est effectuée à l'aide d'un faisceau canalisé vide à chaque altération de la largeur de fente. Les longueurs d'onde de la norme sont énumérées dans le certificat du matériau de référence.
3.1.2. Échelle d'absorbance: le contrôle peut être effectué au moyen de matériaux de référence scellés disponibles dans le commerce, consistant en solutions de dichromate de potassium, avec certaines concentrations et valeurs certifiées d'absorbance à λmax (quatre solutions de dichromate de potassium dans de l'acide perchlorique, scellées dans quatre cuves UV en quartz, qui sont utilisées pour mesurer la linéarité et la précision photométrique de référence dans l'UV). Les solutions de dichromate de potassium sont mesurées en comparaison avec un blanc contenant l'acide utilisé, après correction des valeurs de base, conformément aux instructions accompagnant le matériel de référence. Les valeurs d'absorbance sont énumérées dans le certificat du matériau de référence.
Pour le contrôle de la cellule photoélectrique et du photomultiplicateur, il est également possible de procéder ainsi: peser 0,2 gramme de chromate de potassium pur pour spectrophotométrie et dissoudre dans une solution d'hydroxyde de potassium 0,05 N et compléter au volume dans une fiole jaugée de 1 000 millilitres. Prélever ensuite 25 millilitres exactement de la solution obtenue, transférer dans une fiole jaugée de 500 millilitres et compléter au volume avec la même solution d'hydroxyde de potassium.
Mesurer l'extinction à 275 nm de la solution ainsi obtenue, en se servant de la solution d'hydroxyde de potassium comme référence. L'extinction mesurée avec une cuve optique de 1 centimètre devra être de 0,200 ± 0,005.
3.2. Cuves en quartz rectangulaires, avec couvercle, pour les mesures aux longueurs d'onde UV (220 à 360 nm) et d'une longueur optique de 10 mm. Lorsqu'elles sont remplies d'eau ou d'un autre solvant approprié, les cuves ne doivent pas présenter entre elles de différence supérieure à 0,01 unité d'extinction.
3.3. Fioles jaugées à un trait, d'une capacité de 25 ml, classe A.
3.4. Balance analytique, permettant une lecture au 0,0001 g près.
4. RÉACTIFS
Au cours de l'analyse, sauf indication contraire, n'utiliser que des réactifs de qualité analytique reconnue et de l'eau distillée ou déminéralisée ou de l'eau de pureté équivalente.
Solvant: iso-octane (2,2,4-triméthylpentane) pour les mesures à 232 nm et à 268 nm et cyclohexane pour les mesures à 232 nm et à 270 nm, présentant une absorbance inférieure à 0,12 à 232 nm et inférieure à 0,05 à 270 nm par rapport à l'eau distillée, mesurée dans une cuve de 10 mm.
5. PROCÉDURE
5.1. L'échantillon doit être parfaitement homogène et exempt d'impuretés en suspension. Dans le cas contraire, il doit être filtré sur papier à une température d'environ 30 °C.
5.2. Introduire environ 0,25 g (au mg près) de l'échantillon ainsi préparé dans une fiole jaugée de 25 ml, compléter avec le solvant spécifié et homogénéiser. La solution obtenue doit être parfaitement limpide. Au cas où la solution présenterait une opalescence ou un trouble, filtrer rapidement sur papier.
REMARQUE: en général, une masse de 0,25 à 0,30 g est suffisante pour des mesures d'absorbance d'huiles d'olive vierge et vierge extra à 268 nm et 270 nm. Pour des mesures à 232 nm, 0,05 g d'échantillon est habituellement nécessaire, de sorte que deux solutions distinctes sont généralement préparées. Pour les mesures d'absorbance d'huiles de grignons d'olive, d'huiles d'olive raffinées et d'huiles d'olive frelatées, une plus petite partie de l'échantillon (0,1 g) est généralement nécessaire du fait de leur plus forte absorbance.
5.3. Le cas échéant, corriger les valeurs de base (220-290 nm) avec un solvant dans les deux cuves de quartz (échantillon et référence), puis remplir la cuve en quartz de l'échantillon avec la solution d'essai et mesurer les valeurs d'extinction à 232, 268 ou 270 nm par comparaison avec le solvant servant de référence.
Les valeurs d'extinction enregistrées doivent être comprises dans l'intervalle 0,1 à 0,8 ou dans la plage de linéarité du spectrophotomètre qui doit être vérifiée. Dans le cas contraire, il faut répéter les mesures en utilisant des solutions plus concentrées ou plus diluées, selon le cas.
5.4. Après la mesure de l'absorbance à 268 nm ou à 270 nm, mesurer l'absorbance à λmax, λmax + 4 et λmax – 4. Ces valeurs d'absorbance sont utilisées pour déterminer la variation de l'extinction spécifique (ΔΚ).
REMARQUE: λmax est fixé à 268 nm pour l'iso-octane utilisé comme solvant et à 270 nm pour le cyclohexane.
6. EXPRESSION DES RÉSULTATS
6.1. Relever les extinctions spécifiques (coefficients d'extinction) aux diverses longueurs d'onde, calculées comme suit:
où:
| Kλ | = | extinction spécifique à la longueur d'onde λ, |
| Eλ | = | extinction mesurée à la longueur d'onde λ, |
| c | = | concentration de la solution en g/100 ml, |
| s | = | épaisseur de la cuve en quartz, en cm. |
Les résultats sont exprimés avec deux décimales.
6.2. Variation de l'extinction spécifique (ΔΚ)
La variation de la valeur absolue de l'extinction (ΔΚ) est donnée par la formule:
où Km est l'extinction spécifique à la longueur d'onde correspondant à l'absorption maximale à 270 nm et 268 nm en fonction du solvant utilisé.
Les résultats sont exprimés avec deux décimales.»
ANNEXE IV
«ANNEXE X
DÉTERMINATION DES ESTERS MÉTHYLIQUES D'ACIDES GRAS PAR CHROMATOGRAPHIE EN PHASE GAZEUSE
1. CHAMP D'APPLICATION
La présente annexe fournit des directives pour la détermination par chromatographie en phase gazeuse des acides gras libres et liés dans les matières grasses et les huiles végétales après leur conversion en esters méthyliques d'acides gras (EMAG).
Les acides gras liés des triglycérides (TG) et, en fonction de la méthode d'estérification, les acides gras libres (AGL), sont convertis en esters méthyliques d'acides gras (EMAG), qui sont déterminés par chromatographie en phase gazeuse sur colonne capillaire.
La méthode décrite dans la présente annexe permet la détermination des EMAG de C12 à C24, y compris les esters méthyliques d'acides gras saturés, mono-insaturés cis et trans et poly-insaturés cis et trans.
2. PRINCIPE
La chromatographie en phase gazeuse (CG) est utilisée pour l'analyse quantitative des EMAG. Les EMAG sont préparés conformément à la partie A. Ils sont ensuite injectés et vaporisés dans l'injecteur. La séparation des EMAG est effectuée sur des colonnes analytiques de polarité et de longueur particulières. Un détecteur à ionisation de flamme (FID) est utilisé pour la détection des EMAG. Les conditions d'analyse sont décrites dans la partie B.
L'hydrogène ou l'hélium peuvent être utilisés comme gaz vecteur (phase mobile) dans la chromatographie en phase gazeuse des EMAG avec FID. L'hydrogène accélère la séparation et fournit des pics plus marqués. La phase stationnaire est une couche microscopique d'un mince film liquide sur une surface solide inerte de silice fondue.
Lors de leur passage le long de la colonne capillaire, les composés volatiles en cours d'analyse interagissent avec la phase stationnaire tapissant la surface interne de la colonne. En raison de cette interaction différente de divers composés, l'élution de ces derniers s'effectue à des moments différents, qui représentent chacun le temps de rétention du composé pour un ensemble de paramètres d'analyse donné. La comparaison des temps de rétention sert à l'identification des différents composés.
PARTIE A
PRÉPARATION DES ESTERS MÉTHYLIQUES D'ACIDES GRAS DE L'HUILE D'OLIVE ET DE L'HUILE DE GRIGNONS D'OLIVE
1. CHAMP D'APPLICATION
La présente partie définit la préparation des esters méthyliques d'acides gras. Elle présente des méthodes de préparation des esters méthyliques d'acides gras des huiles d'olive et des huiles de grignons d'olive.
2. DOMAINE D'APPLICATION
La préparation des esters méthyliques d'acides gras des huiles d'olive et des huiles de grignons d'olive est effectuée par transestérification avec une solution méthanolique d'hydroxyde de potassium à température ambiante. La nécessité de purification de l'échantillon avant la transestérification dépend de la teneur de l'échantillon en acides gras libres et du paramètre analytique à déterminer; la méthode peut être choisie conformément au tableau ci-après:
| Catégorie d'huile | Méthode | ||||||
| Huile d'olive vierge avec une acidité inférieure ou égale à 2,0 %. |
| ||||||
| Huile d'olive raffinée | |||||||
| Huile d'olive composée d'huile d'olive raffinée et d'huiles d'olive vierges | |||||||
| Huile de grignons d'olive raffinée | |||||||
| Huile de grignons d'olive | |||||||
| Huile d'olive vierge avec une acidité supérieure à 2,0 %. Huile de grignons d'olive brute |
|
3. MÉTHODOLOGIE
3.1. Transestérification dans une solution méthanolique d'hydroxyde de potassium à température ambiante
3.1.1. Principe
Les esters méthyliques se forment par transestérification dans une solution méthanolique d'hydroxyde de potassium comme phase intermédiaire avant la saponification.
3.1.2. Réactifs
3.1.2.1. Méthanol ne contenant pas plus de 0,5 % (m/m) d'eau.
3.1.2.2. Hexane pour chromatographie.
3.1.2.3. Heptane pour chromatographie.
3.1.2.4. Éther diéthylique, stabilisé pour analyses.
3.1.2.5. Acétone pour chromatographie.
3.1.2.6. Solvant d'élution pour la purification de l'huile par chromatographie sur colonne ou par SPE, mélange hexane/éther diéthylique dans les proportions 87/13 (v/v).
3.1.2.7. Hydroxyde de potassium, solution méthanolique d'environ 2 M: dissoudre 11,2 g d'hydroxyde de potassium dans 100 ml de méthanol.
3.1.2.8. Cartouches de gel de silice, 1 g (6 ml), pour l'extraction en phase solide.
3.1.3. Appareillage
3.1.3.1. Éprouvettes à bouchon vissant (de 5 ml de capacité) avec un bouchon muni d'un joint de PTFE.
3.1.3.2. Pipettes graduées ou automatiques de 2 ml et 0,2 ml.
3.1.4. Purification des échantillons d'huile
Si nécessaire, les échantillons seront purifiés par passage de l'huile dans une cartouche de gel de silice pour l'extraction en phase solide. Placer une cartouche de gel de silice (3.1.2.8) dans un appareil d'élution à vide et laver avec 6 ml d'hexane (3.1.2.2); le lavage est effectué sans vide. Charger ensuite dans la colonne une solution d'huile (environ 0,12 g) dans 0,5 ml d'hexane (3.1.2.2). Faire descendre la solution pour élution avec 10 ml d'hexane/d'éther diéthylique (87:13 v/v) (3.1.2.6). Homogénéiser la totalité des éluats et diviser en deux volumes similaires. Faire évaporer un des volumes jusqu'à dessiccation dans un évaporateur rotatif sous pression réduite et à température ambiante. Dissoudre le résidu dans 1 ml d'heptane. La solution obtenue est prête pour l'analyse des acides gras par CG. Faire évaporer le second volume et dissoudre le résidu dans 1 ml d'acétone pour l'analyse des triglycérides par CLHP si nécessaire.
3.1.5. Procédure
Dans une éprouvette à bouchon vissant de 5 ml (3.1.3.1), peser environ 0,1 g de l'échantillon d'huile. Ajouter 2 ml d'heptane (3.1.2.2) et agiter. Ajouter 0,2 ml de la solution méthanolique d'hydroxyde de potassium (3.1.2.7), boucher à l'aide du bouchon muni d'un joint en PTFE, bien fermer et agiter énergiquement pendant 30 secondes. Laisser reposer jusqu'à ce que la partie supérieure de la solution devienne claire. Décanter la couche supérieure, qui est celle qui contient les esters méthyliques. La solution d'heptane est prête pour injection dans le chromatographe. Il est conseillé de maintenir la solution au réfrigérateur jusqu'au moment de l'analyse chromatographique. Il n'est pas recommandé de stocker la solution pendant plus de 12 heures.
PARTIE B
ANALYSE DES ESTERS MÉTHYLIQUES D'ACIDES GRAS PAR CHROMATOGRAPHIE EN PHASE GAZEUSE
1. CHAMP D'APPLICATION
La présente partie donne des directives générales pour la détermination par chromatographie en phase gazeuse par colonne capillaire de la composition qualitative et quantitative d'un mélange d'esters méthyliques d'acides gras obtenu selon la méthode spécifiée dans la partie A.
La partie ne s'applique pas aux acides gras polymérisés.
2. RÉACTIFS
2.1. Gaz vecteur
Gaz inerte (hélium ou hydrogène) soigneusement desséché et contenant moins de 10 mg/kg d'oxygène.
| Note 1: | l'hydrogène peut doubler la vitesse d'analyse mais présente des dangers. Il existe cependant des dispositifs de sécurité. |
2.2. Gaz auxiliaires
2.2.1. Hydrogène (pureté ≥ 99,9 %), ne contenant pas d'impuretés organiques.
2.2.2. Air ou oxygène ne contenant pas d'impuretés organiques.
2.2.3. Azote (pureté > 99 %).
2.3. Produits d'étalonnage
Mélange d'esters méthyliques d'acides gras purs, ou esters méthyliques d'un corps gras, de composition connue, si possible voisine de celle du corps gras à analyser. Les isomères cis et trans d'esters méthyliques octadécénoïques, octadécadiénoïques et octadécatriénoïques sont utiles pour l'identification des isomères trans des acides insaturés.
Prendre toutes précautions afin d'éviter l'oxydation des acides gras polyinsaturés.
3. APPAREILLAGE
Les prescriptions fournies concernent les appareils usuels de chromatographie en phase gazeuse utilisant des colonnes capillaires et un détecteur à ionisation de flamme.
3.1. Chromatographie en phase gazeuse
L'appareil de chromatographie en phase gazeuse comprend les éléments suivants.
3.1.1. Système d'injection
Utiliser un système d'injection avec des colonnes capillaires, auquel cas il importe que le dispositif soit spécialement conçu pour l'utilisation de telles colonnes. Il peut s'agir d'un système d'injection à division de flux ou d'un système d'injection sans division dans la colonne (injecteur on-column).
3.1.2. Four
Le four doit être en mesure de porter la colonne capillaire à une température d'au moins 260 °C et de maintenir la température choisie à 0,1 °C près. Cette dernière exigence est particulièrement importante lorsqu'un tube en silice fondue est utilisé.
L'utilisation d'un appareil équipé d'un programmateur de température est recommandée dans tous les cas et, en particulier, en présence d'acides gras à moins de 16 atomes de carbone.
3.1.3. Colonne capillaire
3.1.3.1. Tube en matériau inerte vis-à-vis des corps à analyser, généralement en verre ou en silice fondue. Le diamètre interne doit être compris entre 0,20 et 0,32 mm. Intérieurement, il devra subir des traitements appropriés (préparation de l'état de surface, inactivation) avant de recevoir le film de phase stationnaire. Une longueur de 60 m est suffisante pour les acides gras et les isomères cis et trans des acides gras.
3.1.3.2. Phase stationnaire, polysiloxanes polaires (cyanopropylsilicone). Les colonnes greffées ou réticulées conviennent.
| Note 2: | toutefois les polysiloxanes polaires peuvent compliquer l'identification et la séparation de l'acide linolénique et des acides en C20. |
Les épaisseurs de film doivent être faibles: 0,1 à 0,2 μm.
3.1.3.3. Montage et conditionnement de la colonne
Respecter les précautions habituelles de montage des colonnes capillaires, c'est-à-dire la disposition de la colonne dans le four (support), le choix et le montage des joints (étanchéité), le positionnement des extrémités de la colonne dans l'injecteur et le détecteur (réduction des volumes morts). Mettre la colonne sous gaz vecteur [par exemple, 0,3 bar (30 kPa) pour une colonne de 25 mètres de longueur et d'un diamètre intérieur de 0,3 millimètre].
Conditionner la colonne par programmation de la température du four à 3 °C par minute depuis la température ambiante jusqu'à une température inférieure de 10 °C à la limite de décomposition de la phase stationnaire. Maintenir à cette température 1 heure, jusqu'à stabilisation de la ligne de base. Revenir à 180 °C pour travailler dans des conditions isothermes.
| Note 3: | des colonnes préconditionnées adéquates sont disponibles dans le commerce. |
3.1.4. Détecteur à ionisation de flamme et convertisseur-amplificateur
3.2. Seringue
La seringue doit avoir une capacité de 10 microlitres au maximum et être graduée en 0,1 μl.
3.3. Système d'acquisition des données
Système d'acquisition des données connecté en ligne avec les détecteurs et utilisé avec un logiciel adapté pour l'intégration et la normalisation des pics.
4. PROCÉDURE
Les détails opératoires présentés aux points 4.1 à 4.3 concernent l'utilisation d'un détecteur à ionisation de flamme.
4.1. Conditions d'essai
4.1.1. Choix des conditions opératoires optimales pour colonnes capillaires
Compte tenu des caractéristiques d'efficacité et de perméabilité des colonnes capillaires, la séparation entre les constituants et la durée de l'analyse dépendent en grande partie du débit du gaz vecteur dans la colonne. Il sera donc nécessaire d'optimiser les conditions opératoires en ajustant ce paramètre (ou plus simplement sur la perte de charge en tête de colonne) selon que l'on cherche à améliorer la séparation ou à accélérer l'analyse.
Les conditions suivantes se sont révélées utilisables pour la séparation des EMAG (C4 à C26). Des exemples de chromatogrammes figurent à l'appendice B:
| Température de l'injecteur: | 250 °C |
| Température du détecteur: | 250 °C |
| Température du four: | de 165 °C (8 min) à 210 °C à 2 °C/min |
| Gaz vecteur hydrogène: | pression de la tête de colonne: 179 kPa |
| Débit total: | 154,0 ml/min |
| Ratio de la division: | 1:100 |
| Volume d'injection: | 1 μl |
4.1.2. Détermination de la résolution (voir appendice A)
Calculer la résolution R, de deux pics voisins I et II, au moyen de la formule suivante:
R = 2 × ((dr(II) – dr(I) )/(ω(I) + ω(II))) ou R = 2 × ((tr(II) – t r(I))/(ω(I) + ω(II))) (USP) (United States Pharmacopeia),
ou
R = 1,18 × ((tr(II) – tr(I))/(ω0,5(I) + ω0,5(II))) (EP, BP, JP, DAB), (JP (Japanese Pharmacopeia), EP (Pharmacopée européenne), BP (British Pharmacopeia))
où:
| d r(I) est la distance de rétention du pic I; |
| d r(II) est la distance de rétention du pic II; |
| t r(I) est le temps de rétention du pic I; |
| t r(II) est le temps de rétention du pic II; |
| ω(I) est la largeur de la base du pic I; |
| ω(II) est la largeur de la base du pic II; |
| ω0,5 est la largeur du pic du composé donné, à mi-hauteur du pic; |
Si ω(I) ≈ ω(II), calculer R en utilisant les formules suivantes:
R = (dr(II) – d r(I))/ω = (dr(II) – d r(I))/4σ
où:
σ est l'écart type (voir appendice A, figure 1).
Si la distance dr entre les deux pics d r(II) – d r(I) est égale à 4σ, le facteur de résolution R = 1.
Si deux pics ne sont pas complètement séparés, les tangentes aux points d'inflexion des deux pics se coupent au point C. Afin de séparer complètement les deux pics, la distance entre eux doit être égale à:
d r(II) – d r(I) = 6 σ d'où R = 1,5 (voir appendice A, figure 3).
5. EXPRESSION DES RÉSULTATS
5.1. Analyse qualitative
Identifier les pics d'ester méthylique de l'échantillon à partir du chromatogramme de l'appendice B, figure 1, si nécessaire par interpolation ou par comparaison avec ceux des mélanges d'esters méthyliques de référence (comme indiqué au point 2.3).
5.2. Évaluation quantitative
5.2.1. Détermination de la composition
Calculer la fraction massique wi des esters méthyliques d'acides gras, exprimée en pourcentage en masse des esters méthyliques, comme suit:
5.2.2. Méthode de calcul
5.2.2.1. Cas général
Calculer la teneur en un constituant donné i, exprimée en pourcentage en masse, des esters méthyliques, en déterminant le pourcentage représenté par le rapport de l'aire du pic correspondant à la somme des aires de la totalité des pics, à l'aide de la formule:
wi = (Ai/ΣA) × 100
où:
| Ai est l'aire du pic de chaque ester méthylique d'acide gras i; |
| ΣA est la somme des aires de la totalité des pics de tous les esters méthyliques d'acides gras. |
Les résultats sont exprimés avec deux décimales.
| Note 4: | pour les matières grasses et les huiles, la fraction massique des esters méthyliques d'acides gras est égale à la fraction massique des triglycérides en grammes par 100 g. Pour le cas où cette hypothèse n'est pas permise, voir le point 5.2.2.2. |
5.2.2.2. Cas de l'emploi des facteurs de correction
Dans certains cas, par exemple en présence d'acides gras à moins de huit atomes de carbone ou d'acides avec des groupes secondaires, les aires doivent être corrigées à l'aide de facteurs de correction spécifiques (Fci). Ces facteurs sont déterminés pour chaque instrument. À cet effet, des matériaux de référence appropriés, avec une composition en acides gras certifiée dans la fourchette correspondante, doivent être utilisés.
| Note 5: | ces facteurs de correction ne sont pas identiques aux facteurs de correction FID théoriques, qui sont indiqués dans l'appendice A, étant donné qu'ils comprennent également les performances du système d'injection, etc. Toutefois, dans le cas de plus grandes différences, le système dans son ensemble devrait faire l'objet d'un contrôle de performance. |
Pour ce mélange témoin, le pourcentage en masse de l'EMAG i est donné par la formule:
wi = (mi /Σm) × 100
où
| mi est la masse de l'EMAG i dans le mélange témoin; |
| Σm est la somme des masses des divers constituants comme les EMAG du mélange témoin. |
À partir du chromatogramme du mélange témoin, calculer le pourcentage par aire de l'EMAG i comme suit:
wi = (Ai/ΣA) × 100
où:
| Ai est l'aire de l'EMAG i dans le mélange témoin; |
| ΣA est la somme de toutes les aires de tous les EMAG du mélange témoin. |
Le facteur de correction Fc est alors
Fc = (mi × ΣA)/(Ai/Σm)
Pour l'échantillon, le pourcentage en masse de chaque EMAG i est:
wi = (Fi × Ai)/Σ (Fi × Ai)
Les résultats sont exprimés avec deux décimales.
| Note 6: | la valeur calculée correspond au pourcentage en masse de chaque acide gras calculé en triglycérides par 100 g de matières grasses. |
5.2.2.3. Cas de l'emploi d'un étalon interne
Dans certaines analyses (par exemple, lorsque tous les acides gras ne sont pas quantifiés, et que des acides en C4 et en C6 sont présents à côté d'acides en C16 et en C18, ou bien lorsqu'il est nécessaire de déterminer la quantité absolue d'acides gras dans un échantillon), il est nécessaire d'utiliser un étalon interne. Des acides gras en C5, C15 ou C17 sont utilisés fréquemment. Le facteur de correction de l'étalon interne doit être déterminé (s'il y a lieu).
Le pourcentage en masse du composé i, exprimé en esters méthyliques, est par suite donné par la formule:
wi = (mIS × Fi × Ai)/(m × FIS × AIS)
où:
| Ai est l'aire de l'EMAG i; |
| A IS est l'aire de l'étalon interne; |
| F i est le facteur de correction de l'acide gras i, exprimé en EMAG; |
| F IS est le facteur de correction de l'étalon interne; |
| m est la masse, en milligrammes, de la prise d'essai; |
| m IS est la masse, en milligrammes, de l'étalon interne; |
Les résultats sont exprimés avec deux décimales.
6. RAPPORT D'ANALYSE
Le rapport d'essai doit indiquer les méthodes utilisées pour la préparation des esters méthyliques et pour l'analyse par chromatographie en phase gazeuse. Il doit, en outre, mentionner tous les détails opératoires non prévus dans la présente méthode standard, ou facultatifs, ainsi que les incidents éventuels susceptibles d'avoir influé sur les résultats.
Le rapport d'analyse doit comporter toutes les informations permettant une identification complète de l'échantillon.
7. PRÉCISION
7.1. Résultats de l'essai interlaboratoire
Les détails d'un essai interlaboratoire sur la précision de la méthode sont présentés à l'annexe C de la norme COI/T.20/Doc. no 33. Les valeurs dérivées de l'essai interlaboratoire peuvent ne pas être applicables aux gammes de concentration et aux matrices autres que celles données.
7.2. Répétabilité
La différence absolue entre les résultats de deux tests distincts, obtenus selon la même méthode, sur du matériel d'essai identique, dans le même laboratoire, par un seul opérateur utilisant le même équipement et effectués dans un bref intervalle de temps sera supérieure, dans 5 % des cas au maximum, à la valeur R présentée dans les tableaux 1 à 14 de l'annexe C de la norme COI/T.20/Doc. no 33.
7.3. Reproductibilité
La différence absolue entre les résultats de deux tests individuels, obtenus selon la même méthode, sur du matériel d'essai identique, dans des laboratoires différents, par des opérateurs différents utilisant un équipement différent sera supérieure, dans 5 % des cas au maximum, à la valeur R présentée dans les tableaux 1 à 14 de l'annexe C de la norme COI/T.20/Doc. no 33.
«Appendice A
Figure 1
Avec ω0,5 pour la largeur à mi-hauteur du triangle (ABC) et b pour la largeur à mi-hauteur du triangle (NPM).
| Figure 2 | Figure 3 |
| | |
«Appendice B
Figure 1
Profil chromatographique en phase gazeuse d'une huile de grignons d'olive, obtenu par la méthode de méthylation à froid.
Les pics chromatographiques correspondent aux esters méthyliques et éthyliques, sauf indication contraire.
ANNEXE V
L'annexe XII du règlement (CEE) no 2568/91 est modifiée comme suit:
| 1) | Le point 1 est remplacé par le texte suivant: «1. OBJET ET CHAMP D'APPLICATION L'objet de la méthode internationale décrite dans la présente annexe est de déterminer la procédure d'évaluation des caractéristiques organoleptiques des huiles d'olive vierges au sens de l'annexe VII, partie VIII, point 1, du règlement (UE) no 1308/2013 du Parlement européen et du Conseil (*1) et d'établir la méthode à utiliser pour le classement de ces huiles sur la base de ces caractéristiques. Elle fournit également des indications concernant l'étiquetage facultatif. La méthode décrite ne s'applique qu'aux huiles d'olive vierges et à leur classement ou à leur étiquetage en fonction de l'intensité des défauts perçus et du fruité, déterminés par un groupe de dégustateurs sélectionnés, entraînés et testés, constitués en jury. Les normes COI mentionnées dans la présente annexe sont utilisées dans leur dernière version disponible. (*1) Règlement (UE) no 1308/2013 du Parlement européen et du Conseil du 17 décembre 2013 portant organisation commune des marchés des produits agricoles et abrogeant les règlements (CEE) no 922/72, (CEE) no 234/79, (CE) no 1037/2001 et (CE) no 1234/2007 du Conseil (JO L 347 du 20.12.2013, p. 671).» " |
| 2) | Les points 3.2, 3.3 et 3.4 sont remplacés par le texte suivant: «3.1.1 Autres attributs négatifs
3.2. Attributs positifs
3.3. Terminologie facultative aux fins de l'étiquetage Sur demande, le chef de jury peut certifier que les huiles qui ont été évaluées répondent aux définitions et aux palettes de sensation correspondant aux adjectifs ci-après, en fonction de l'intensité et de la perception des attributs: Attributs positifs (fruité, amer et piquant): en fonction de l'intensité de la perception:
|
| 3) | Au point 7, le point suivant est inséré après le point 7.1: «7.1.1. Chef de jury adjoint Pour des raisons dûment justifiées, le chef de jury peut être remplacé dans ses fonctions relatives à la réalisation des essais par un chef de jury adjoint. Le substitut doit posséder l'expérience requise pour la figure du chef de jury.» |
| 4) | Le point 7.2 est remplacé par le texte suivant: «7.2. Dégustateurs Les personnes intervenant en qualité de dégustateurs dans les essais organoleptiques d'huiles d'olive doivent le faire de manière volontaire. Il est donc recommandé d'exiger une demande écrite des candidats. Ceux-ci devront être sélectionnés, entraînés et testés par le chef de jury en en relation avec leur habileté à faire la distinction entre échantillons proches. Il y a lieu de ne pas perdre de vue le fait que la précision du dégustateur s'améliore avec l'entraînement. Le dégustateur doit se comporter comme un véritable observateur sensoriel, en laissant de côté ses goûts personnels et en ne rendant compte que des sensations qu'il perçoit. À cet effet, il doit toujours réaliser son travail en silence, être détendu et ne pas être pressé. Il doit prêter toute l'attention sensorielle possible à l'échantillon qu'il déguste. Pour chaque essai, il faut disposer de 8 à 12 dégustateurs. Toutefois, il convient de prévoir quelques dégustateurs supplémentaires auxquels on peut faire appel en cas d'absences éventuelles.» |
| 5) | Le point 9.3 est remplacé par le texte suivant: «9.3. Utilisation des données par le chef de jury Le chef du jury doit recueillir les feuilles de profil remplies par chacun des dégustateurs; il doit contrôler les intensités assignées aux différents attributs; s'il constate une anomalie, il doit inviter le dégustateur à réviser sa feuille de profil et, si nécessaire, à répéter l'essai. Le chef de jury entre les données d'évaluation de chaque membre du jury dans un programme informatique tel que celui préconisé par la norme COI/T.20/Doc. no 15, en vue du calcul statistique des résultats de l'analyse, sur la base du calcul de la médiane. Voir point 9.4 et l'appendice de la présente annexe. Les données correspondant à un échantillon donné sont saisies à l'aide d'une matrice à 9 colonnes, représentant les 9 attributs sensoriels, et à n lignes, représentant les n membres du jury concerné. Lorsqu'un défaut est perçu et consigné dans la rubrique “Autres” par au moins 50 % des membres du jury, le chef de jury calcule la médiane de ce défaut et en déduit le classement correspondant. La valeur du coefficient de variation robuste qui définit le classement (défaut perçu avec la plus forte intensité et attribut fruité) ne doit pas dépasser 20 %. Dans le cas contraire, le chef de jury devra répéter l'évaluation de l'échantillon en question lors d'une autre séance de dégustation. Si cette situation se reproduit fréquemment, il est recommandé au chef de jury de prévoir une formation additionnelle spécifique des dégustateurs du jury (COI/T.20/Doc. no 14, point 5) et d'utiliser l'indice de répétabilité et l'indice d'écart pour vérifier la performance du dégustateur (COI/T.20/Doc. no14, point 6).» |
| 6) | Le point 9.4 est remplacé par le texte suivant: «9.4. Classement de l'huile L'huile est classée dans les catégories ci-dessous, en fonction de la médiane des défauts et de la médiane de l'attribut fruité. La médiane des défauts est définie comme la médiane du défaut perçu avec la plus grande intensité. La médiane des défauts et la médiane du fruité sont exprimées avec une seule décimale. Le classement de l'huile est effectué par comparaison de la valeur de la médiane des défauts et de la médiane du fruité avec les intervalles de référence indiquées ci-après. Les limites de ces intervalles ayant été établies en tenant compte de l'erreur de la méthode, elles sont considérées comme absolues. Les logiciels informatiques permettent de visualiser le classement sous la forme d'un tableau de données statistiques ou d'un graphique.
Dans le cas des analyses effectuées dans le cadre de contrôles de conformité, un essai est réalisé. Dans le cas d'analyses contradictoires, le chef de jury doit faire procéder à la réalisation de l'analyse en double au cours de séances distinctes; la médiane des attributs sera calculée à partir de l'ensemble des données des feuilles de profil des deux essais» |
| 7) | La figure 1 est remplacée par ce qui suit: «Figure 1 FEUILLE DE PROFIL DE L'HUILE D'OLIVE VIERGE
| ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
(*1) Règlement (UE) no 1308/2013 du Parlement européen et du Conseil du 17 décembre 2013 portant organisation commune des marchés des produits agricoles et abrogeant les règlements (CEE) no 922/72, (CEE) no 234/79, (CE) no 1037/2001 et (CE) no 1234/2007 du Conseil (JO L 347 du 20.12.2013, p. 671).» »
ANNEXE VI
L'annexe XIX du règlement (CEE) no 2568/91 est modifiée comme suit:
| 1) | Le titre est remplacé par le texte suivant: «DÉTERMINATION DU CONTENU EN ALCOOLS ALIPHATIQUES ET TRITERPÉNIQUES PAR CHROMATOGRAPHIE EN PHASE GAZEUSE AVEC COLONNE CAPILLAIRE» |
| 2) | Le point 1 est remplacé par le texte suivant: «1. OBJET La présente annexe décrit un procédé de détermination du contenu en alcools aliphatiques et triterpéniques des huiles et des matières grasses.» |
| 3) | Le point 4.11 est remplacé par le texte suivant:
|
| 4) | Les points 5.2.5 et 5.2.6 sont remplacés par le texte suivant:
|
| 5) | Le point 5.4.4 est remplacé par le texte suivant: «5.4.4 Identification des pics L'identification des pics individuels est effectuée sur la base des temps de rétention et par comparaison avec le mélange des TMSE des alcools aliphatiques, analysés dans les mêmes conditions. Les figures 2 et 3 de l'appendice montrent un chromatogramme de la fraction alcoolique d'une huile d'olive raffinée.» |
| 6) | L'appendice est remplacé par le texte suivant: «Appendice Exemple de séparation par chromatographie en couche mince et exemples de chromatogramme Figure 1 Chromatographie en couche mince de la fraction insaponifiable de l'huile d'olive éluée avec de l'hexane/éther éthylique (65/35) 
Figure 2 Chromatogramme de la fraction alcoolique d'une huile d'olive raffinée 
Figure 3 Alcools aliphatiques et triterpéniques d'une huile d'olive raffinée et d'une huile d'olive de deuxième centrifugation  Documents similaires |